在藥物研發中，IC₅₀ 和 EC₅₀ 是兩個關鍵指標。IC₅₀ 是：抑制 50% ，指抑制 50% 生物過程所需的特定處理濃度 (例如藥物或毒素)。詳見：IC50 如何測？拿到數據不會處理？常見活性數值分不清？一文 Get!

抑制固然重要，但有時目標恰恰相反：激活某種反應。這時，EC₅₀ (半數有效濃度) 就發揮作用了。

EC₅₀ (Concentration for 50% of maximal effect) ——半數效應濃度，藥理學中的一個核心指標，定義為藥物產生最大效應 50% 的濃度。EC₅₀ 值越低，藥物的效力就越強。

EC50 值檢測原理：

將不同濃度的藥物添加至細胞或生物系統中，觀察并記錄特異性生理或生化反應的變化。通過測量如細胞增殖、酶活性、受體激活等指標，繪制濃度-效應曲線。

圖 1. 可從濃度-反應曲線 (通常在體外進行) 導出的藥理學參數 (閾值、EC₅₀ 、最大值)^[1]。

EC₅₀ 是藥理學和功能性檢測中衡量激活作用的首-選指標。常見應用包括：(1) 傷口愈合試驗：確定達到最大細胞增殖或遷移一半所需的生長因子濃度。(2) 藥理學：測量化合物激活受體或刺激信號通路的強度。(3) 功能性檢測：量化增強生物反應的物質的效力。

當然，還有大家比較關心的 EC₅₀ 值與 IC₅₀ 值的不同，整理在下面啦~

? 文獻來源: Food Chem. 2013 May 1;138(1):414-20. (IF=8.5)

為了檢測槲皮素、兒茶素 (HY-N0898) 、抗壞血酸、咖啡酸、綠原酸和乙酰半胱氨酸的抗氧化能力，采用 DPPH 法進行半數效應濃度 (EC₅₀) 測定。

圖 3.兒茶素濃度 - 反應曲線得出的 EC₅₀^[3]。

通過 DPPH 自由基清除實驗測定兒茶素 (6-10 μM，30 min) 的抗氧化能力，EC₅₀ 為 7.74 μM。

? 實驗步驟 (供參考^[3])

? 采用 DPPH 法測定兒茶素的 EC₅₀ 值

1. 樣本處理：將不同濃度的標準溶液或 DMSO 加入到等體積的 70 μmol/L DPPH 甲醇溶液中。充分振蕩混合后，在室溫下避光靜置 30 分鐘。

2. 吸光度測定：使用紫外-可見分光光度計于 517 nm 處測量吸光度。記錄對照組和各實驗組的吸光度值。

3. 數據處理：按照以下公式計算自由基清除率，

利用不同濃度下的 E% 繪制抗自由基曲線，橫坐標為濃度，縱坐標為對應的清除率。從曲線中確定半數抑制濃度 (EC₅₀)，即達到 50% 自由基清除效果所需的樣品。

除了 IC₅₀ 值與 EC₅₀ 值，比較容易混淆的還有 ED₅₀ 值 與 EC₅₀ 值。

? EC₅₀：指的是濃度，達到最大效應 50% 時的藥物濃度。 

? ED₅₀：指的是劑量，達到最大反應 50% 時的藥物劑量。

當然，大多數藥物的療效取決于受試者的用藥劑量。因此，存在“劑量描述指標"的概念，它描述了特定藥物劑量與其產生的相應效應之間的關系。常用的“劑量描述指標"除了 EC₅₀ (半數最大有效濃度) 外，還有 ED₅₀ (半數有效劑量)、TD₅₀ (半數毒性劑量)、LD₅₀ (半數致死劑量) 等^[4]。

               

 

圖 7. 茶黃素 (HY-N0243 ，0-60 μM) 對黃嘌呤氧化酶的體外抑制作用，IC₅₀ 為 25.5 μM^[7]。

K_i (Inhibition Constant) 是抑制常數，用于描述抑制劑與酶或受體的結合強度。K_i 值越小，表示抑制劑與靶點的親和力越高。

? 檢測原理：基于酶動力學或受體結合實驗。在酶動力學中，通過測定不同抑制劑濃度下酶催化的反應速率。在受體結合實驗，使用放射性或熒光標記的配體與受體結合，同時加入不同濃度的未標記抑制劑，通過測定結合的標記配體量來確定抑制劑對受體的親和力。

圖 8.H-1152 (0-40 μM) 通過 ATP 競爭性抑制 Rho 激酶活性，K_i 值為 1.6 nM^[8]。

蛋白激酶反應在含有純化的 Rho 激酶、40 μM S6 肽、10-100 μM ATP 以及 0-40 nM H-1152 的反應混合物中進行。圖中展示了表觀 K_m/V_max 值作為 H-1152 濃度函數的變化情況。

 

K_m 值

K_m 是米氏常數，是酶動力學中的一個重要參數，表示酶達到其最大反應速率一半時所需的底物濃度。K_m 值反映了酶對底物的親和力：K_m 越小，酶與底物的親和力越高。

? 檢測原理：基于酶動力學分析。在一系列不同底物濃度下測量酶促反應的初速率。通過改變底物濃度并保持酶濃度恒定，記錄每個濃度下的反應速率。利用 Lineweaver-Burk 雙倒數圖或非線性回歸分析 (如米氏方程擬合)，從該曲線中計算出 K_m 值。

 

圖 9.在 20% 甘油存在下，用 pP227L 轉染 CHOP 細胞的勻漿，測定 11b-HSD2 酶代謝皮質醇的 K_m 值^[9]。

? K_d 值和 K_off 值的檢測

1. 放射性配體結合實驗：使用放射性標記的配體與受體孵育，通過改變未標記配體的濃度，測定結合的放射性配體量。根據飽和結合曲線或競爭結合曲線，可以計算出 K_d 值。

2. 表面等離子共振 (SPR)：實時監測配體與固定在傳感器芯片上的受體結合及解離過程，直接獲得結合和解離速率常數，從而計算 K_d。

3. 熒光技術：利用熒光標記的配體，通過熒光偏振或熒光共振能量轉移 (FRET) 等技術測定結合狀態，根據熒光信號變化確定 K_d。

如下圖所示，圖 10 A 和圖 10 B 展示了利用 SPR 分析法測定 K_d 和 K_off 值。圖 10 C 和圖 10 D 展示了利用 流式細胞術測定 K_d 和 K_off 值。

圖 10.用 SPR 法和流式細胞術測定 ABDwt (400RU) 對人血清白蛋白 (0.75-7500 nM) 的 K_d 和 K_off 值^[10]。

本期介紹的術語在藥理學和生物化學領域非常重要，用于描述藥物或分子與靶標之間的相互作用及效果，對于理解藥物作用機制、優化化合物結構以及指導臨床用藥等方面都具有重要意義。

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[3] Chen Z, et al. EC50 estimation of antioxidant activity in DPPH· assay using several statistical programs. Food Chem. 2013 May 1;138(1):414-20. 

[4] Arivazhahan, A. (2022). Principles of EC50, ED50, pD2 and pA2 Values of Drugs. In: Lakshmanan, M., Shewade, D.G., Raj, G.M. (eds) Introduction to Basics of Pharmacology and Toxicology. Springer, Singapore.

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