
如上圖所示,WB (Western Blot) 實驗出現非特異條帶或多帶,這通常與蛋白樣本本身的生物學特性、樣本制備時的降解/修飾、以及抗體與實驗操作有關。具體原因和排查方向如下:
【建議】
查閱文獻或者通過搜索數據庫來確定該蛋白是否存在多種長度不同的編碼 mRNA。
【建議】
查閱文獻或者通過 UniProt 數據庫查詢目的蛋白的修飾位點信息,確定目的蛋白是否存在多種修飾,如泛素化、糖基化等修飾會讓蛋白的條帶發生較大的偏移。
常見修飾的 WB 表現:
磷酸化 (Phosphorylation): 會使分子量增加 (每個磷酸基團約增加 (80 Da)) ,常導致出現緊密相鄰的雙條帶或多條帶 (如 AKT1) 。
糖基化 (Glycosylation): 可添加幾千甚至上萬道爾頓的糖鏈,導致條帶顯著變大、變寬或呈現彌散狀。
泛素化 (Ubiquitination)、乙酰化 (Acetylation) 等: 會引起條帶的微小上移或條帶分層。
多聚體導致的條帶呈現出特定的規律 (如分子量分別為單體的 2 倍、3 倍),且會隨目的蛋白表達量的增加而等比例加深。
【建議】
可增加上樣緩沖液 (Loading Buffer) 中 DTT 或 β-巰基乙醇的濃度,或將樣品在下的加熱時間延長至 95~100℃ 煮沸 5-10 分鐘,觀察高分子量條帶是否減弱或消失。
【建議】
① SDS loading buffer 中現用現加 β-巰基乙醇或 DTT。
這兩種還原劑在溶液中極不穩定,還原劑極易被氧化或揮發,久置會造成濃度大幅下降。若提前加入并長期保存,會導致還原劑失效,失效的還原劑無法提供足量的巰基 (-SH) ,會導致蛋白解聚不全,蛋白質無法都變性,產生異常條帶或多聚體。
② 煮樣時,煮沸約 10 分鐘,使蛋白質解聚。
膜蛋白若過度煮沸易聚集形成大分子復合物;未煮沸或還原劑失效,蛋白未充分變性,也會導致異常條帶。
當蛋白質在提取或樣本保存過程中發生降解時,完整的蛋白分子會被蛋白酶切斷。如果降解發生在抗體結合域,或者不同分子被切割的位置不同,就會產生分子量比原目的蛋白小的一系列截短片段。此時,WB 條帶中不僅會有原本的主帶,還會出現多條低分子量的雜帶或條帶模糊、向下拖尾的現象。
Tips
如果使用純化的重組蛋白作為陽性對照只有單條帶,而你的實驗樣本出現多條帶,則降解可能性極大。
【建議】
① 添加抑制劑:裂解液確保含有蛋白酶抑制劑,并超聲,抑制內源性蛋白酶的活性。
② 低溫操作:樣本收集、處理和裂解的全過程必須在冰上進行,并使用預冷的耗材和試劑。
③ 避免反復凍融:蛋白樣品提取后-80℃ 短期保存,避免反復凍融,有條件盡量用新鮮提取的蛋白。
④ 及時煮沸變性: 提取完蛋白后,盡快加入 Loading Buffer 并在 95~100℃ 煮沸 5-10 分鐘以失活蛋白酶。
【建議】
檢查所用樣本是否有過被外源進去帶有標簽的靶標蛋白。如有,更換細胞系樣本。
上樣量過多會飽和抗體,導致背景臟亂、條帶扭曲粘連,并增加抗體與非靶標蛋白的結合機會,引發非特異性條帶或多帶現象。
【建議】
根據靶標表達情況,進行梯度上樣測試:針對高表達目的蛋白,單孔總蛋白量控制在 10-30 µg。實驗可設置濃度梯度 (如 5、10、20、40 µg),以確定信噪比最佳的上樣量。根據跑膠測試結果選擇合適的上樣量,通常 20-30 µg即可。
一抗或二抗濃度過大是產生非特異性條帶的常見原因。
【建議】
一抗濃度過高,常出現多條蛋白帶,可降低抗體濃度和/或瞬育時間。
二抗濃度過高,易產生非特異性結合,可適當降低抗體濃度,增加二抗對照 (不加一抗) 。
【建議】
使用未傳代或傳代次數較少的細胞系 (不超過 15 代) 進行樣品制備。或者使用未傳代或傳代次數少的的細胞株,和現在的細胞株一起做平行對照實驗。
【建議】
查閱文獻報道,或 BLAST 搜尋,使用說明書推薦的細胞株或組織。若確保操作沒問題,那么,您可能是發現了新蛋白!!
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